Vaccine Sống Và Vaccine Bất Hoạt

Cả hai vaccin nhược độc sống và bất hoạt đều có chung mục tiêu là kích thích hệ thống miễn dịch của vật chủ để sản xuất kháng thể nhằm bảo vệ động vật khỏi bệnh tật và nhiễm trùng bằng các kháng nguyên đặc hiệu. Kháng nguyên là những đoạn đánh dấu trên thành tế bào vi sinh vật, là những mảnh nhỏ có thể kích thích đáp ứng miễn dịch. 

Những lợi ích của vaccine sống nhược độc:
1/ Cung cấp khả năng miễn dịch lâu dài và đầy đủ hơn

2/ Kích thích miễn dịch tế bào và miễn dịch dịch thể

3/ Có thể không cần tiêm vaccin nhiều lần nhằm đánh thức phản ứng nhớ

Việc quyết định sử dụng vaccin sống nhược độc hay bất hoạt phụ thuộc vào:

1/ Quy định sử dụng các chất tá dược

2/ Tác dụng phụ có khả năng xảy ra khi tiêm hai loại vaccin bất hoạt cùng một lúc

3/ Loại miễn dịch mà vaccin bất hoạt mang lại (vaccin sống nhược độc có thể được ưa thích trong những tình huống nguy cơ cao do được coi là có hiệu quả hơn)

4/ Nguy cơ phát tán virus từ vaccin sống nhược độc

5/ Vấn đề an toàn của vaccin, đặc biệt là trong quá trình mang thai và đối với chó con còn nhỏ.

So sánh cơ bản giữa vaccin nhược độc sống và vaccin bất hoạt:

	Vaccin  nhược độc sống	Vaccin  bất hoạt
Đường dùng	Tự nhiên hoặc ngoài ruột	Ngoài ruột
Khởi động miễn dịch	Nhanh	Chậm
Số lần tiêm	Một lần	Nhiều lần
Thời gian miễn dịch	Kéo dài	Ngắn hơn
Miễn dịch dịch thể	Có	Có
Miễn dịch trung gian tế bào	Có	Thường không có
Yêu cầu tá dược	Không	Có
Độ ổn định	Kém	Ổn định
Phục hồi độc lực	Có nhưng ít	Không
Sử dụng trên động vật mang thai	Không	Có

Thảo luận sâu hơn về vấn đề này:
Cả hai vaccin nhược độc sống và bất hoạt đều có chung mục tiêu là kích thích hệ thống miễn dịch của vật chủ để sản xuất kháng thể nhằm bảo vệ động vật khỏi bệnh tật và nhiễm trùng bằng các kháng nguyên đặc hiệu. Kháng nguyên là những đoạn đánh dấu trên thành tế bào vi sinh vật, là những mảnh nhỏ có thể kích thích đáp ứng miễn dịch. Những kháng nguyên được sử dụng trong những vaccine khác nhau thường là đồng nhất trong từng bệnh cụ thể mà những vaccin đó chống lại. Tuy nhiên cũng có một vài trường hợp có bảo hộ chéo (như bệnh sởi và bệnh sốt sài trên chó).

Một nhân tố quan trọng trong kích thích miễn dịch là thực tế rằng vaccin nhược độc sống kích thích cả tế bào miễn dịch lẫn miễn dịch dịch thể (kháng thể). Đáp ứng của vaccin nhược độc sống cũng kéo dài lâu hơn (tế bào nhớ vẫn còn) và trong hầu hết các trường hợp chỉ một liều vaccin hiệu quả là đủ mang lại sự bảo vệ. Vaccin bất hoạt thì cần đến hai lần tiêm.

Một nhân tố quan trọng khác là vaccin nhược độc sống hầu hết có kết quả ban đầu nhanh hơn.Điều này mang lại khả năng chống chọi với sự phơi nhiễm nhanh hơn sau khi chủng ngừa so với vaccin bất hoạt.

Kết luận vaccin nhược độc sống hiệu quả hơn vaccin bất hoạt và những ý kiến trái ngược khác nhau cần được hỗ trợ từ nhiều nghiên cứu tiêu chuẩn hơn.

Tại sao sử dụng vaccin bất hoạt?
Ngoài vấn đề về hiệu quả, có nhiều lý do cho thấy sử dụng vaccin bất hoạt cũng có nhiều ưu điểm:

1/Vaccin bất hoạt ít nhạy cảm hơn với những nguy cơ trong quá trình bảo quản và vận chuyển.

2/ Vaccin bất hoạt không thể tái tạo lại mầm bệnh nguy hiểm, bởi vì chúng đã chết.

3/ Vaccin bất hoạt không phải là nguyên nhân trực tiếp gây bệnh trên thú mang thai.

Vaccin nhược độc sống có hiệu lực qua con đường lây nhiễm tự nhiên, như vaccin nhỏ mũi. Do đó nhấn mạnh rằng vaccin sống làm được nhiều hơn là việc chỉ hiện diện kháng thể trong cơ thể để kích thích miễn dịch. Khi virus nhiễm vào cơ thể chúng khởi động một chuỗi các sự kiện để gây ra bệnh dịch, và mỗi sự việc đó kích thích độc lập lên hệ miễn dịch. Kết quả là, vaccin sống, hiện diện do chủ ý hay một cách tự nhiên, đều có cơ hội lớn để kích thích hệ thống miễn dịch tại một hoặc nhiều giai đoạn nhiễm trùng và với nhiều con đường khác nhau hơn vaccin bất hoạt. Đặc điểm này của vaccin nhược độc sống là ưu điểm vượt trội so với vaccin bất hoạt. Chất bổ trợ đóng vai trò thu hẹp lợi thế của vaccin nhược độc sống so với vaccin bất hoạt. Tuy nhiên, vai trò của chúng có thể được miêu tả là chất đảm bảo giúp cơ thể tiếp cận và nhận diện lâu dài các kháng nguyên, đang được chúng bao bọc bên ngoài và không làm gì cả để kích thích phản ứng miễn dịch.

Trong các thử nghiệm thực tế, thường tác động lên hệ miễn dịch của động vật mục tiêu với các vi sinh vật sống tương tự hoặc chính các sinh vật trong vaccin. Điều này có nghĩa là sự khác biệt duy nhất giữa vi sinh vật dùng để thử nghiệm và vi sinh vật trong vaccin là vi sinh vật thử nghiệm thì sống còn vi sinh vật trong vaccin là dạng bất hoạt. Do đó tối đa hóa được cơ hội có đáp ứng miễn dịch thành công trên thú có chủng ngừa, do những kháng nguyên giống nhau hiện diện ở cả hai, cho dù là sống hay bất hoạt. Thêm nữa, nghiên cứu thử nghiệm thường được thực hiện vài tuần trước khi chủng ngừa, đảm bảo nồng độ kháng thể đã ở mức tối ưu và cho biết tình trạng sức khỏe động vật.

INTERFERON: Ứng Dụng Phòng Và Trị Bệnh Gia Súc

Interferon (IFN) được Issaacs & Lindenmann (1957) phát hiện khi tiêm vi rút cúm vô họat vào màng niệu mô của phôi gà, là một nhóm các protein được sản xuất bởi các tế bào của hệ miễn dịch ở hầu hết các động vật nhằm chống lại các tác nhân ngoại lai như vi rút, vi khuẩn, ký sinh trùng.

Interferon (IFN) được Issaacs & Lindenmann (1957) phát hiện khi tiêm vi rút cúm vô họat vào màng niệu mô của phôi gà, là một nhóm các protein được sản xuất bởi các tế bào của hệ miễn dịch ở hầu hết các động vật nhằm chống lại các tác nhân ngoại lai như vi rút, vi khuẩn, ký sinh trùng. 

IFN không chỉ hình thành khi tế bào nhiễm vi rút, mà còn được tạo thành khi tế bào bị kích thích bởi một số chất lạ như: acid nucleic, vi khuẩn, độc tố của vi khuẩn, nguyên sinh động vật..vv. Có hai typ IFN là IFN typ I và typ II. Trong khi IFN typ I bao gồm IFNα (gồm nhiều nhóm), IFNβ, IFN và IFNε, thì IFN typ II chỉ duy nhất có một là IFNγ. IFN α/β được sản sinh bởi nhiều loại tế bào lympho T, B, đại thực bào, nguyên bào xơ và các lọai tế bào khác, trong khi IFNγ do tế bào T và tế bào NK sản sinh. 

Phản ứng của IFN đối với nhiễm khuẩn rất nhanh và là hàng rào đầu tiên bảo vệ cơ thể chống lại nhiều tác nhân gây bệnh. Cơ chế họat động của IFN tự nhiên hay khi được đưa vào cơ thể với mục đích phòng hoặc điều trị đều giống nhau là kích thích hệ miễn dịch. Tất cả IFN α/β có cùng điểm nhận trên tế bào và giống nhau về hình thức họat động đối với tế bào đích và sản phẩm hình thành do IFN kích hoạt sẽ làm tăng quá trình trình diện kháng nguyên bởi các tế bào và họat động chống lại sự nhân lên của vi rút trong tế bào. Hoạt động của IFNα không có tính đặc hiệu đối với loài. 

IFNα có nguồn gốc từ người có thể họat động trên tế bào của động vật và ngược lại. Ví dụ IFNα nguốc gốc từ bò có thể họat động trên tế bào xơ cấp của heo và người, IFNα của heo có thể họat động trên tế bào ngựa, bò và người. 

Nhìn chung IFN có một số họat tính như: Kháng virus, điều hòa miễn dịch, chống tăng sinh, kích thích sự biệt hóa tế bào..vv. Hoạt động kháng vi rút của IFN đã được chứng minh khi nghiên cứu với vi rút encephalomyocarditis, vi rút đậu, vi rút LMLM, vi rút PRRS, vi rút TGE, Gumboro, Newcastle, Influenza…vv và IFN cũng được xem như là một chất bổ trợ miễn dịch khi sử dụng kết hợp với vác xin LMLM và vác xin cúm gia cầm. Sự tương tác của IFN trong xoang miệng là cơ sở cho việc áp dụng sử dụng IFN bằng đường cho uống. Người ta thấy rằng, ở người và động vật khi các tác nhân vi rút, chlamydia, mycoplasma xâm nhập vào cơ thể qua đường mũi và miệng, IFN sẽ được sản xuất trong các dịch tiết của mũi, hầu, và từ đó kích hoạt phản ứng miễn dịch của toàn cơ thể, mặc dù không phát hiện được IFN ở trong máu động vật. 

Việc đưa IFN vào cơ thể bằng phương pháp cho uống có hiệu quả tốt trên động vật và người, cũng giống như khi đưa IFN vào cơ thể bằng đường tiêm, thông qua đường miệng IFN cho kết quả an toàn, nhưng dễ dàng sử dụng hơn. Theo qui định của Bộ Nông Nghiệp Nhật Bản, IFNα được dùng để trị bệnh do rotavirus ở bê dưới 30 ngày tuổi theo đường uống, với liều 0,5 U/kg, một lần/ngày cho 5 ngày liên tục. Hiện nay IFN đã được ứng dụng rộng rãi để điều trị bệnh cho người và động vật. Ở người, IFN dùng để điều trị bệnh viêm gan siêu vi C, B, bệnh mụn cóc ở cơ quan sinh dục, ung thư, bệnh tự miễn dịch...vv. 

Đối với gia súc, dùng IFNα trong việc phòng, trị bệnh cho gia súc, gia cầm là một giải pháp an toàn-hiệu quả. IFN rất có hiệu quả trong hỗ trợ điều trị các bệnh đường hô hấp thể mãn tính hoặc cấp tính khi kết hợp với kháng sinh, đặc biệt trường hợp bệnh gây ra do vi rút như LMLM, PRRS, cúm heo nhưng có phụ nhiễm vi khuẩn (streptococcus suis, haemophilus parasuis, actinobacillus pleuropneumoniae, pasteurella multocida, mycoplasma ..vv) việc dùng IFN kết hợp với kháng sinh đem lại hiệu quả cao trong phòng và trị bệnh. 

Hiệu quả dùng IFN để phòng và trị cho gia súc thể hiện ở các mặt: Giảm tỷ lệ nhiễm bệnh, giảm tỷ lệ bệnh nặng, giảm tỷ lệ chết, rút ngắn thời gian điều trị, hạn chế bài thải mầm bệnh, giảm lây nhiễm bệnh và giảm thiệt hại kinh tế, nâng cao hiêu quả chăn nuôi. Một số bệnh đường hô hấp và tiêu hóa sử dụng IFN kết hợp với kháng sinh cũng đem lại hiệu quả tốt, hạn chế được hiện tượng kháng thuốc của vi khuẩn. 

Như vậy để nâng cao được hiệu quả điều trị các bệnh truyền nhiễm thể mãn tính hay đối phó với các bệnh truyền nhiễm chưa có vác xin phòng bệnh hoặc vác xin có hiệu quả phòng bệnh chưa cao, thì việc dùng IFN để phòng và hỗ trợ trong điều trị bệnh cho gia súc có thể là một giải pháp cần được xem xét lựa chọn.

TS. Trần Xuân Hạnh(Trung tâm nghiên cứu thú y - NAVETCO )

Bảo Quản Và Sử Dụng Vắc Xin Trong Chăn Nuôi

Trong những năm gần đây do chăn nuôi ngày càng phát triển, môi trường càng trở nên ô nhiễm, sự vận chuyển vật nuôi giữa các vùng, các quốc gia (không kiểm dịch hoặc kiểm dịch không đầy đủ) … dẫn đến dịch bệnh xảy ra ngày càng nhiều và phức tạp, gây thiệt hại lớn cho người chăn nuôi.

Do đó, công tác quản lý dịch bệnh cho đàn vật nuôi trở nên rất quan trọng, quyết định tới hiệu quả chăn nuôi. Sử dụng vắc xin để chủ động phòng chống dịch bệnh cho đàn vật nuôi được xem là một trong những biện pháp hiệu quả và ít tốn kém hơn cho người chăn nuôi.

Vắc xin là chế phẩm sinh học chứa các mầm bệnh đã bị làm yếu hay làm chết đi (không còn khả năng gây bệnh). Sau khi tiêm vào cơ thể chế phẩm này mới kích thích cơ thể sinh ra kháng thể đặc hiệu chống lại mầm bệnh (còn gọi là miễn dịch).

Mỗi loại vắc xin đều có những đặc thù riêng, hiệu quả và thời gian miễn dịch phụ thuộc rất nhiều vào người sử dụng vắc xin. Nếu quản lý và sử dụng đúng quy trình kỹ thuật sẽ đảm bảo thời gian miễn dịch kéo dài và an toàn, ngược lại sẽ làm giảm khả năng tạo miễn dịch của vắc xin. Do đó, khi sử dụng vắc xin người chăn nuôi cần lưu ý một số vấn đề sau:

1. Bảo quản vắc xin

- Vắc xin phải được bảo quản ở nhiệt độ thích hợp: < 0 độ C (đối với vắc xin sống), từ 2 - 8 độ C (đối với vắc xin chết); nên sử dụng riêng tủ bảo quản vắc xin, vệ sinh sát trùng định kỳ tủ nhằm đảm bảo vô trùng.

- Khi vận chuyển, cần giữ vắc xin trong điều kiện râm mát, tránh ánh nắng mặt trời chiếu trực tiếp. Nếu vận chuyển xa nên có hộp xốp, phích đá để bảo quản, nếu gần thì bảo quản bằng túi nilông tối màu và đá giữ lạnh.

- Ghi chép việc xuất nhập kho từng loại vắc xin, số lượng, thời hạn sử dụng để sử dụng đúng hạn, tránh lãng phí.

Tủ lạnh bảo quản vắc xin

2. Sử dụng vắc xin

Khi dùng vắc xin cần phải thực hiện theo đúng những nguyên tắc sau:

Đối tượng cần phòng bệnh

+ Thực hiện phòng bệnh hàng năm đối với những vùng có ổ dịch cũ, vùng có nhiều bệnh truyền nhiễm phát sinh theo mùa.

+ Những nơi chưa có dịch chỉ nên dùng vắc xin chết.

+ Nên phòng bệnh cho vật nuôi 15 – 20 ngày trước khi vận chuyển đi xa và sau 20 – 30 ngày trong trường hợp nhập vật nuôi từ nơi khác về.

+ Vắc xin phòng bệnh nào thì chỉ phòng được loại bệnh đó, không phòng được bệnh khác.

Hiệu lực của vắc xin

Tình trạng sức khỏe của vật nuôi, điều kiện ngoại cảnh sẽ ảnh hưởng tới hiệu lực của vắc xin. Chỉ sử dụng vắc xin khi vật nuôi khỏe mạnh.

Thời gian có tác dụng của vắc xin

Tùy loại vắc xin, thời gian cơ thể sẽ tạo được miễn dịch sau khi dùng vắc xin là khác nhau. Trong thời gian đầu, vật nuôi chưa có miễn dịch đầy đủ nên vẫn có thể mắc bệnh và phát bệnh.

Liều sử dụng

Cần sử dụng liều lượng vắc xin đúng theo chỉ định của nhà sản xuất.

Số lần dùng

Tuỳ loại vắc xin, động vật cảm nhiễm và tình hình dịch tễ mà số lần sử dụng khác nhau, có loại chỉ dùng 1 lần đã đủ miễn dịch cho con vật, một số vắc xin cần dùng nhắc lại hai hoặc nhiều lần (theo hướng dẫn sử dụng).

Kiểm tra lọ vắc xin trước khi sử dụng

+ Thông tin trên nhãn: tên vắc xin, số lô, số liều sử dụng, ngày sản xuất, số kiểm nghiệm xuất xưởng, thời hạn sử dụng, quy cách bảo quản.

+ Những hư hỏng trong lọ vắc xin: nút chặt hay lỏng, nguyên vẹn hay bị rách, tình trạng lớp sáp phủ bên ngoài, lọ thủy tinh có bị rạn nứt không.

+ Tình trạng vắc xin trong lọ: màu sắc, kết cấu, có bị vón không, có vật lạ không, độ đồng nhất (nếu khi lắc lọ vắc xin vẫn chia thành 2 lớp là đã bị hư hỏng).

Thao tác khi sử dụng vắc xin

+ Khử trùng các dụng cụ dùng để đựng, pha chế vắc xin bằng cách hấp hoặc luộc, sau đó rửa bằng nước sạch (nước sôi để nguội). Không được rửa bằng thuốc sát trùng.

+ Sát trùng bằng cồn 700: tay người thực hiện, vùng da được tiêm, nút cao su của lọ chứa vắc xin.

+ Trong lúc tiêm phòng cần tránh ánh nắng mặt trời.

3. Những vấn đề cần lưu ý khi sử dụng vắc xin

a. Đường đưa vắc xin

- Tiêm dưới da: vắc xin Newcatle, vắc xin dịch tả vịt, vắc xin tụ huyết trùng keo phèn...

- Tiêm bắp thịt: vắc xin được tiêm vào trong cơ thường được hấp thu vào trong máu nhanh hơn so với tiêm dưới da. Để tránh trào thuốc ra ngoài từ vị trí tiêm, nên kéo da qua một bên trước khi đâm kim. Gia súc thường tiêm bắp thịt ở đùi, gia cầm là sau gáy, vị trí 1/3 giáp thân; cơ cánh, cơ ức.

- Phun sương, nhỏ mắt, mũi, miệng: vắc xin Laxota, Gumboro, IB,…

- Chủng màng da: vắc xin đậu.

b. Phản ứng sau khi dùng vắc xin

- Sau khi dùng vắc xin, vật nuôi có thể bị phản ứng do: các chất phụ trợ trong vắc xin, cơ thể đang ủ bệnh... Phản ứng cục bộ tại chỗ tiêm là sưng, nóng, đau… nhưng sau một thời gian phản ứng này sẽ mất. Khi có phản ứng cục bộ cần xử lý bằng cách chườm nước nóng tại vị trí tiêm. Trường hợp nơi tiêm bị nhiễm trùng gây apxe mủ thì phải điều trị bằng kháng sinh.

- Tiêm vắc xin còn có thể gây phản ứng dị ứng, vật nuôi có biểu hiện: sốt, run rẩy, nôn mửa, thở gấp, nổi mẩn trên mặt da (thường gặp ở lợn). Nếu phản ứng nhẹ thì sau một thời gian sẽ hết, nếu phản ứng ở mức độ nặng thì vật nuôi có thể bị chết. Khi có hiện tượng dị ứng nên sử dụng các loại thuốc chống Histamin như: Dimadron, Epharin, Phenergan, Adrenalin.

c. Xử lý vắc xin thừa

Sau khi dùng vắc xin nhược độc cho vật nuôi, tất cả vắc xin thừa cần tập trung lại và tiêu hủy (dùng nhiệt hoặc hóa chất), các dụng cụ tiêm hoặc nhỏ vắc xin phải rửa sạch và sát trùng ngay.

d. Sổ ghi chép

Phải có sổ theo dõi: ghi chép đầy đủ ngày dùng, tên, số lô, trạng thái và hạn sử dụng của vắc xin; tình trạng sức khoẻ của vật nuôi trước và sau khi sử dụng vắc xin.

Hiệu Quả Của Các Chương Trình Phòng Salmonella

HIỆU QUẢ CỦA CÁC CHƯƠNG TRÌNH TIÊM PHÒNG SALMONELLA THỰC NGHIỆM TRONG VIỆC PHÒNG NGỪA SALMONELLA GALLINARUM Ở GÀ MÁI NÂU THƯƠNG PHẨM VÀ GÀ MÁI GIỐNG HƯỚNG THỊT

(EFFICACY OF SEVERAL SALMONELLA VACCINATION PROGRAMS AGAINST EXPERIMENTAL CHALLENGE WITH SALMONELLA GALLINARUM IN COMMERCIAL BROWN LAYER AND BROILER BREEDER HENS)

Tác giả: Paiva, JB de1, Penha Filho, RAC1, Argüello, YMS1, Silva, MD da1, Gardin, Y2, Resende, F3, Berchieri Junior, A1, Sesti, L3

1. Khoa Bệnh lý Gia cầm. FCAV/UNESP, Jaboticabal, SP,Brazil

2. CEVA SANTÉ ANIMALE – Libourne Cedex, Pháp, 35501

3. CEVA SAÚDE ANIMAL – Paulínia – SP – Brazil 

Hiệu quả bảo hộ của các chương trình tiêm phòng Salmonella thực nghiệm trong việc phòng ngừa Salmonella Gallinarum (chủng SGNalr ở 12 tuần tuổi) được đánh giá qua hai thí nghiệm. Nói chung, trong cả hai thí nghiệm, chương trình tiêm phòng Salmonella sử dụng vắc-xin vi khuẩn SE hay phối hợp với vắc-xin sống dòng SG9R đều có hiệu quả trong việc làm giảm tỉ lệ chết khi công cường độc với SG. Tuy nhiên, phải nhấn mạnh rằng chương trình tiêm chủng để phòng ngừa các type huyết thanh của Salmonella sẽ chỉ có hiệu quả tốt nhất khi trang trại gia cầm đang áp dụng chương trình an toàn sinh học rõ ràng và toàn diện trong việc kiểm soát Salmonella.

TÓM TẮT

Hiệu quả bảo hộ của các chương trình tiêm phòng Salmonella thực nghiệm trong việc phòng ngừa SalmonellaGallinarum (chủng SGNalr ở 12 tuần tuổi) được đánh giá qua hai thí nghiệm.

Trong thí nghiệm 1, gà mái nâu thương phẩm được tiêm phòng theo một trong những chương trình sau: 

(i)    hai mũi vắc-xin chứa vi khuẩn SE (Layermune SE; nhóm 1);

(ii)    mũi đầu tiên là vắc-xin sống dòng SG9R (Cevac SG9R), sau đó là mũi vắc-xin vi khuẩn SE (Layermune SE; nhóm 2);

(iii)   sử dụng hai loại vắc-xin vô hoạt đa giá chứa vi khuẩn SE với một mũi mỗi loại (Corymune 4 & Corymune 7; nhóm 3)

(iv)  nhóm đối chứng (nhóm 4). 

Trong thí nghiệm 2, gà mái giống được bố trí thí nghiệm tương tự nhưng không thực hiện chương trình tiêm phòng sử dụng vắc-xin đa giá. 

Nhìn chung, trong cả hai thí nghiệm, khi phối hợp vắc-xin đều cho hiệu quả trong việc làm giảm tỉ lệ chết sau khi công cường độc với chủng SG. Và chương trình tiêm phòng với mũi đầu tiên là vắc-xin sống dòng SG9R, sau đó vài tuần là mũi vắc-xin vô hoạt chứa vi khuẩn SE cho hiệu quả bảo hộ cao nhất (p<0.05). 

Nói tóm lại, chương trình tiêm phòng Salmonella sử dụng vắc-xin vi khuẩn SE hay phối hợp với vắc-xin sống dòng SG9R có hiệu quả trong việc làm giảm tỉ lệ chết khi bị nhiễm SG. Tuy nhiên, điều quan trọng phải nhấn mạnh rằng chương trình tiêm chủng để phòng ngừa các type huyết thanh của Salmonella sẽ chỉ có hiệu quả tốt nhất khi trang trại gia cầm có áp dụng chương trình an toàn sinh học rõ ràng và toàn diện trong việc kiểm soát.Salmonella.

MỞ ĐẦU

Salmonella enterica serovar Gallinarum (SG) là tác nhân gây bệnh Thương hàn Gà, đây là bệnh nhiễm khuẩn toàn thân nghiêm trọng trên gà và một số loài chim khác (Shivaprasad, 2000). Salmonella Gallinarum là vi khuẩn không di động, chủ yếu gây bệnh trên gia cầm nuôi ở mọi độ tuổi với đặc trưng: gan và lách bị triển dưỡng trầm trọng, đi kèm với bệnh tích gan có màu đồng, thiếu máu và nhiễm trùng huyết (Shivaprasad, 2000). Triệu chứng của bệnh thay đổi phụ thuộc vào số lượng và đường đi của vi khuẩn xâm nhập vào cơ thể và phụ thuộc vào sự mẫn cảm của giống gà (Oliveira và cộng sự, 2005). 

S. Gallinarum chủ yếu tấn công vào hệ thống thực bào đơn nhân và xâm nhập vào bên trong đại thực bào của gan và lách. SG có thể được tìm thấy trên đường tiêu hóa giai đoạn sớm sau khi bị nhiễm qua đường miệng hay ở giai đoạn cuối khi những con gà đang chết dần (Barrow và cộng sự, 1994; Wigley và cộng sự, 2002). Về dịch tể học, con đường lây lan quan trọng nhất của bệnh thương hàn là truyền ngang, và rất ít thông tin đề cập đến sự lây nhiễm mầm bệnh qua trứng (Hall, 1949). S. Gallinarum thường làm chết gia cầm mẫn cảm hay bài thải vi khuẩn ở gia cầm khỏe mang trùng trong ba đến bốn tuần đầu tiên sau khi nhiễm, đôi khi xảy ra hiện tượng nhiễm trùng liên tục (Wigley và cộng sự, 2002; Wigley, 2004). 

Tỉ lệ bệnh và tỉ lệ chết do bệnh thương hàn gà có thể lên đến 80%. Bệnh này đã không còn xuất hiện ở Úc, Bắc Mỹ và hầu hết các nước châu Âu áp dụng chương trình an toàn sinh học nghiêm ngặt với quy trình kiểm soát cụ thể về tiêm phòng và thực hiện tốt vấn đề quản lý. Tuy nhiên, bệnh thương hàn gà vẫn là mối nguy hàng đầu ở một số nước châu Phi, châu Á, Trung và Nam Mỹ (Pomeroy & Nagajara, 1991; Lee và cộng sự, 2003). Phương pháp hiệu quả nhất để kiểm soát bệnh này là thực hiện an toàn sinh học nghiêm ngặt kết hợp với quy trình quản lý và khử trùng (Calnek và cộng sự, 1997). Loại bỏ các gia cầm chết ra khỏi môi trường nuôi nhằm làm giảm tỷ lệ tử vong / tỉ lệ bệnh là biện pháp rất hiệu quả để kiểm soát bệnh Thương hàn Gà (Oliveira và cộng sự, 2005). 

Tiêm chủng để phòng bệnh hay làm giảm tỉ lệ nhiễm Salmonella ở gà đang được thực hiện ở khắp nơi trên thế giới. Ở Brazil hiện nay đang có vắc-xin chứa vi khuẩn Salmonella Enteritidis (SE) và vắc-xin sống nhược độcSalmonella Gallinarum. Ngành công nghiệp chăn nuôi gà mái thương phẩm và gà thịt ở Brazil dần dần chấp nhận việc tiêm phòng thường xuyên như là biện pháp can thiệp dự phòng với mục đích làm giảm sự hiện diện củaSalmonella trong các trang trại chăn nuôi. 

Vắc-xin SE chứa toàn bộ vi khuẩn đã bị bất hoạt và nằm lơ lửng trong môi trường chất bổ trợ nước-trong-dầu hay nhôm hydroxít Al(OH)₃. Vắc-xin này kích thích tạo ra nhiều kháng thể lưu hành trong máu ở gà mái và tồn tại trong suốt quá trình đẻ trứng (Timms và cộng sự, 1990; Barbour và cộng sự, 1993; Timms và cộng sự, 1994). Các vắc-xin SE cũng cung cấp sự bảo hộ chéo chống lại S. Gallinarum và các type huyết thanh khác. Tuy nhiên, cũng có một số nhược điểm của vắc-xin như chi phí tiêm phòng, các phản ứng phụ ngay sau khi tiêm (phản ứng mô tại vị trí tiêm xảy ra do việc giải phóng nội độc tố từ thành tế bào khi vi khuẩn bị phân giải trong cơ thể gia cầm) (Nakamura và cộng sự, 1994). 

Để phòng ngừa bệnh thương hàn gà, có thể sử dụng vắc-xin bất hoạt Salmonella và vắc-xin sống SG dòng 9R (Lee và cộng sự, 2005). Vắc-xin chết có thể làm giảm sự hiện diện của Salmonella ở gia cầm. Chúng an toàn vì không có độc tính cao, không lưu hành trong môi trường và cung cấp sự bảo hộ vừa đủ để bảo vệ cho đàn gia cầm chăn nuôi với quy mô lớn (Barrow và cộng sự, 1991; De Buck và cộng sự, 2004). Tuy vậy, vắc-xin sống được cho là có lợi thế hơn trong việc hình thành đáp ứng miễn dịch trong cơ thể (Van Immerseel và cộng sự, 2005). Vắc-xin sống kích thích cả hệ miễn dịch trung gian tế bào và hệ miễn dịch dịch thể để tạo ra tất cả các “vũ khí” cần thiết để chống lạiSalmonella, trong khi những vắc-xin bất hoạt khác chỉ kích thích chủ yếu vào sự sản xuất kháng thể chống lại các kháng nguyên có sẵn, không thay đổi đang hiện diện trong cơ thể gà (Collins, 1974; Gast và cộng sự, 1993; Barrow & Wallis, 2000). Một nguyên nhân khác nữa là vắc-xin chết nhanh chóng bị phá hủy và loại thải ra khỏi cơ thể; đồng thời chúng cũng không thể kích hoạt các tế bào T gây độc (Barrow & Lovell, 1991; Nagajara & Rajashekara, 1999). Miễn dịch qua trung gian tế bào được xem là quan trọng hơn đáp ứng miễn dịch dịch thể trong việc bảo vệ cơ thể chống lại Salmonella, nhất là nhiễm các type chỉ gây bệnh trên một loài vật chủ cụ thể (Collins, 1974; Mastroeni và cộng sự, 1993; Van Immerseel và cộng sự, 2005; Barrow, 2007). 

Chủng 9R của SG thường được tiêm vào đàn gia cầm ở các nước có dịch thương hàn gà đang hoành hành (Smith, 1956; Shivaprasad, 2000). Chủng 9R bắt đầu được sử dụng và phát triển từ những năm 1950, có cấu trúc lipo-polysaccharide bán tổng hợp nhằm làm giảm độc lực của vi khuẩn (Smith, 1956 a,b; Silva và cộng sự, 1981; Silva, 1984; Faberwee và cộng sự, 2001a,b). Vắc-xin này cũng cung cấp một số sự bảo vệ chống lại SalmonellaEnteriditis và Salmonella Typhimurium (Barrow và cộng sự, 1991; Audisio & Terzolo, 2002; Tan và cộng sự, 2008ab). Vắc-xin SG9R cho thấy sự an toàn và hiệu quả chấp nhận được trên gà mái tơ ngay cả khi được chủng ngừa vào 4 tuần tuổi (Lee và cộng sự, 2005). Ngoài ra, không có bằng chứng cho thấy sự bài thải dòng vi khuẩn này qua phân (Feberwee và cộng sự, 2000). Tuy nhiên, có một vài báo cáo về dòng vắc-xin SG9R có bài thải qua phân trong vòng 24 giờ sau khi tiêm phòng (Silva và cộng sự, 1981). 

Vắc-xin sống dòng 9R kích hoạt hệ thống miễn dịch trung gian tế bào và miễn dịch dịch thể ở gà và cả hai hệ thống này cung cấp sự bảo hộ cao nhất cùng lúc. Sau khi tiêm phòng, số lượng vi khuẩn giảm hoàn toàn tại tuần thứ ba và đây cũng là thời điểm tăng số lượng kháng thể kháng-Salmonella lưu hành, tăng nhanh số lượng tế bào T gây độc tác động trực tiếp vào tế bào Salmonella và tăng sự hiện diện của interferon gamma (Wigley và cộng sự, 2005). 

Một số nhà cung cấp giống và gà mái thương phẩm đã tiêm phòng vắc-xin sống SG hay ST ngay từ giai đoạn gà mái tơ, sau đó được phòng ngừa thêm vắc-xin SE vào cuối giai đoạn nuôi (Nassar và cộng sự, 1994; Schaller, 1996; Cookson & Maiers, 2004). Sự phối hợp vắc-xin sống và chết không được nghiên cứu tại thời điểm đó, nhưng phạm vi bảo hộ chống lại các type huyết thanh khi phối hợp vắc-xin sẽ rộng hơn nhiều so với khi chỉ sử dụng vắc-xin sống hoặc vắc-xin bất hoạt trong việc kiểm soát sự bảo hộ sau khi công cường độc SG.

NỘI DUNG VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU

Gà

Gà mái nâu thương phẩm hướng trứng (giống Dekalb white; Granja Planalto, Uberlândia, MG, Brazil) được sử dụng trong thí nghiệm 1. Giống này có sự mẫn cảm cao với Salmonella Gallinarum (Berchieri Jr. và cộng sự, 2000; Freitas và cộng sự, 2007). Trong thí nghiệm 2, sử dụng gà mái giống hướng thịt (giống Cobb500; Cobb-Vantress Brasil, Guapiaçu-SP-Brazil). Tất cả các gà mái này được lựa chọn lúc một ngày tuổi, được chăn nuôi và cho ăn theo khẩu phần phù hợp với khuyến cáo của nhà cung cấp giống của mỗi loại.

Trước khi thực hiện thí nghiệm, tất cả gà được kiểm tra để chỉ chọn những con không có sự hiện diện củaSalmonella sp và kháng thể kháng SE.

Tất cả gà trong cùng thí nghiệm được nuôi trong một trại duy nhất:

• Thí nghiệm 1: mỗi nhóm chia thành 5 chuồng với 6 con/chuồng
• Thí nghiệm 2: mỗi nhóm chia thành 4 chuồng với 5 con/chuồng

Thí nghiệm 2 được thực hiện trước, sau đó sẽ có một vài tuần làm trống chuồng để lau dọn và khử trùng trước khi Thí nghiệm 1 bắt đầu. 

Vắc-xin

Tất cả vắc-xin sử dụng là các vắc-xin thương phẩm được cung cấp bởi CEVA-Phylaxia (Cevac Corymune 4K & 7K; Budapest, Hungary), CEVA Biomune (Layermune SE; Lenexa, USA) và CEVA Campinas (Cevac SG9R; Campinas, Brazil). 

Cevac Corymune 4K là vắc-xin bất hoạt đa giá chứa vi khuẩn Avibacterium paragallinarum chủng A, B và C, và vi khuẩn Salmonella Enteritidis với chất bổ trợ nhôm hydroxit và chất bảo quản thiomersal. Cevac Corymune 7K là vắc-xin bất hoạt đa giá tổ hợp 3 chủng A, B, C của vi khuẩn Avibacterium paragallinarum (gây bệnh Sổ mũi truyền nhiễm - Coryza), vi-rút gây bệnh Dịch tả gà (ND: Newcastle Disease) dòng La Sota, Viêm phế quản truyền nhiễm (IB: Infectious Bronchitis) dòng Massachusetts, Hội chứng giảm đẻ (EDS: Egg Drop Syndrome’76) dòng B8/78 và vi khuẩn Salmonella Enteritidis với chất bổ trợ nhũ tương dầu và chất bảo quản thiomersal. Layermune SE là vắc-xin bất hoạt chứa toàn bộ vi khuẩn (bacterin) của nhiều dòng được lựa chọn thuộc Salmonella Enteritidis (SE) trong nhũ tương dầu. Cevac SG9R là vắc-xin sống chứa dòng 9R của vi khuẩn Salmonella Gallinarum (chứa ít nhất 10⁷ CFU mỗi liều) đã được làm nhược độc và không gây bệnh cho gà, ở dạng đông khô.

Vào 5 và 9 tuần tuổi, gà ở mỗi nhóm được tiêm phòng qua đường tiêm bắp ở mô cơ ức (đối với Cevac Corymune 4K & 7K và Layermune SE) hay qua đường tiêm dưới da ở phần dưới lưng cổ (Cevac SG9R) như khuyến cáo của nhà sản xuất. 

Công cường độc

Dòng Salmonella Gallinarum 9S độc lực phân lập từ gà bệnh được sử dụng để công cường độc. Một đột biến ngẫu nhiên kháng axít nalidixic (SGNalr) được sử dụng để làm vi khuẩn phục hồi lại độc lực của nó. 

Dòng vi khuẩn này được nuôi cấy trong môi trường canh LB (DIFCO-244620), ủ qua đêm trong lò ấp và được lắc đều với tần số 100 rev / phút ở 37^oC trong 24 giờ. Môi trường này sẽ chứa khoảng 8 x 10⁸ CFU (colony forming units: số đơn vị khuẩn lạc) trong 1ml. Lúc 12 tuần tuổi, tất cả gà được cho uống trực tiếp 2ml dung dịch canh này để công cường độc. 

Bố trí thí nghiệm

Bảng 1 - Thí nghiệm 1 - Chương trình tiêm phòng và công cường độc SG ở các nhóm gà đẻ thương phẩm

Bảng 2 - Thí nghiệm 2 - Chương trình tiêm phòng và công cường độc SG ở các nhóm gà đẻ giống

Trong cả hai thí nghiệm, tỉ lệ chết được ghi nhận đến ngày thứ 28 kể từ ngày công cường độc và được phân tích bằng trắc nghiệm Chi-Bình phương (p<0.05).

KẾT QUẢ

Trước khi bắt đầu thí nghiệm, tất cả gà ở hai thí nghiệm cho phản ứng âm tính với Salmonella spp. 

Thí nghiệm 1: Dữ liệu tỉ lệ tử vong tích lũy trong đàn gà mái nâu thương phẩm được trình bày trong Bảng 1 và Sơ đồ 1. Tỉ lệ chết giảm đáng kể ở nhóm gà được tiêm phòng bằng vắc-xin vô hoạt SE (Nhóm 1 và Nhóm 3; p<0.05). Và không có gà nào bị chết trong nhóm được tiêm phòng 2 mũi với vắc-xin sống SG9R (Cevac SG9R) và vắc-xin bất hoạt SE (Layermune SE).

Sơ đồ 1 - Tỉ lệ tử vong tích lũy theo % của gà mái nâu thương phẩm trong bốn tuần sau khi công cường độc vớiSalmonella Gallinarum (với khác biệt thống kê [p<0.05]) 

Bảng 1 - Tỉ lệ tử vong tích lũy trong đàn gà mái nâu thương phẩm được tiêm phòng ở tuần thứ 5 và tuần thứ 9, sau đó được công cường độc với Salmonella Gallinarum ở tuần thứ 12 (với khác biệt thống kê [p<0.05])

Thí nghiệm 2: Dữ liệu tỉ lệ tử vong tích lũy trong đàn gà mái giống được trình bày trong Bảng 2 và Sơ đồ 2. Cả hai chương trình tiêm phòng vắc-xin đều làm giảm tỉ lệ chết trong suốt 4 tuần sau khi công cường độc. Tuy nhiên, sự bảo hộ đáng kể (tỉ lệ chết thấp; p<0.05) chỉ có ở những con được tiêm chủng lần đầu với vắc-xin sống SG9R (Cevac SG9R) và lần thứ hai với vắc-xin bất hoạt SE (Layermune SE).

Sơ đồ 2 - Tỉ lệ tử vong tích lũy theo % của gà mái giống trong bốn tuần sau khi công cường độc với SalmonellaGallinarum (với khác biệt thống kê [p<0.05]) 

Bảng 2 - Tỉ lệ tử vong tích lũy trong đàn gà mái giống được tiêm phòng ở tuần thứ 5 và tuần thứ 9, sau đó được công cường độc với Salmonella Gallinarum ở tuần thứ 12 (với khác biệt thống kê [p<0.05])

THẢO LUẬN

Nguồn lây lan chủ yếu của S. Gallinarum trong trại gà là do các gà bị nhiễm và lây truyền ngang; do đó, sự hiện diện của vi khuẩn này trong đàn gà có thể được kiểm soát bằng các phương pháp an toàn sinh học tiêu chuẩn cho đến hạn chế tối đa sự tiếp xúc với các đàn gà bị nhiễm, con người, dụng cụ và các thiết bị khác có thể là nguồn lây lan mầm bệnh (Shivaprasad, 2003). Tuy nhiên, trong các trang trại có áp lực bị nhiễm cao, đặc biệt là các trại có nhiều lứa tuổi gà, tiêm phòng được xem là phương pháp kiểm soát bổ sung và hiệu quả (Barrow, 2007). 

Vắc-xin chết được sử dụng để kiểm soát sự hiện diện của Salmonella trong các trại gà cho kết quả không cố định và loại này chỉ bảo hộ cho gà ở mọi lứa tuổi chống lại các các type huyết thanh không gây bệnh thương hàn (Timms và cộng sự, 1994). Tuy nhiên, chúng có thể làm giảm đáng kể số lượng mặc dù không bài thải hoàn toàn vi khuẩn ra khỏi cơ thể gà (Gast và cộng sự, 1993), có lẽ vì chỉ một mình hệ thống miễn dịch dịch thể hoạt động không phải là sự bảo vệ đầy đủ chống lại SE do sự bảo hộ hoàn hảo khỏi Salmonella đòi hỏi phải kích hoạt cả hai hệ thống miễn dịch: dịch thể và trung gian tế bào (Miyamoto và cộng sự, 1999). Mặc dù vậy, các đổi mới gần đây của công nghệ sử dụng chất bổ trợ đang rất hứa hẹn cho sự phát triển hoàn toàn an toàn của vắc-xin bất hoạt Salmonella và có khả năng đem lại sự kích thích mạnh mẽ đến hệ thống miễn dịch nhằm tạo ra các vũ khí bảo vệ khác nhau trong cơ thể gà (Barrow, 2007). 

Có ý kiến cho rằng hệ thống miễn dịch qua trung gian tế bào quan trọng hơn miễn dịch dịch thể trong việc tiêu diệt hoàn toàn Salmonella trong mô, trong khi đáp ứng miễn dịch dịch thể dường như chỉ tập trung làm giảm sự xâm nhiễm ở ruột (Hassan & Curtiss 1994; Barrow & Wallis, 2000; Babu và cộng sự, 2004). Một loại vắc-xin lý tưởng nên tạo ra sự bảo hộ trên toàn bộ cơ thể và niêm mạc bằng sự kích thích hiệu quả lên cả hai hệ thống đáp ứng miễn dịch (Van Immerseel et al., 2005). Mặc dù một vài tác giả khác (Barrow & Wallis, 2000; Meyer et al., 1992, Zhang-Barber, 1999) chứng minh rằng các vắc-xin chết Salmonella chỉ gây ra một phần đáp ứng miễn dịch, nhưng trong thời điểm nghiên cứu của chúng tôi, sự đáp ứng này đã vừa đủ ngăn ngừa và làm giảm đáng kể tỉ lệ chết trong các nhóm gà chỉ sử dụng vắc-xin bất hoạt SE (p<0.05). Phát hiện này rất thú vị vì cùng một loại vắc-xin được tạo ra nhằm chống lại SE lại được chứng minh có hiệu quả đáng kể trên SG (Penha Filho và cộng sự, dữ liệu chưa được công bố). Salmonella Gallinarum và Salmonella Enteritidis thuộc cùng một type huyết thanh (D1) và có cùng kiểu kháng nguyên thân “O” (1,9,12; Ewing,1986) nên có thể hiểu vì sao lại có sự bảo hộ chéo khi tiêm phòng vắc-xin SE lại chống được cả SG (Kingley & Baumler, 2000). Điều này cũng chứng minh rằng các vắc-xin Salmonella có khả năng tạo miễn dịch chéo đối với các thành viên trong cùng một type huyết thanh. Khả năng vắc-xin SE bảo hộ chéo chống lại các Salmonella khác đã được chứng minh thực tế tại châu Mỹ La-tinh (Norton & Lozano, 1997). Trong một dịch bệnh xảy ra do nhiễm SG trong đàn gà mái, tỉ lệ chết tích lũy do bệnh thương hàn gà ở các đàn được tiêm phòng vắc-xin SE thấp hơn đáng kể trong suốt 11 tuần (8.1% tỉ lệ chết; Norton and Lozano, 1997). 

Theo Liu và cộng sự (2001), vắc-xin vô hoạt có thể làm giảm sự bài thải SE qua phân và sự giảm này phụ thuộc vào thành phần của vắc-xin. Một nghiên cứu thực hiện bởi Barbour và cộng sự (1993) so sánh sáu vắc-xin vô hoạt SE và thấy rằng chúng làm giảm sự bài thải SE qua phân với các mức độ khác nhau. Một nghiên cứu của Freitas và cộng sự (2008) so sánh ba vắc-xin SE cũng cho kết quả tương tự. Các tác giả này kết luận rằng các yếu tố khác nhau trong vắc-xin có thể là nguyên nhân gây ra hiện tượng này, như loại chất bổ trợ, thành phần vắc-xin, dòngSalmonella Enteritidis sử dụng, phương pháp bất hoạt,… Các yếu tố này có thể giải thích tại sao lại có kết quả bảo hộ khác nhau trong nhóm gà được tiêm phòng với Layermune SE hay với Corymune trong thí nghiệm 1, mặc dù trong nghiên cứu của chúng tôi, các gà được công cường độc bằng SG chứ không phải bằng SE. Có khá ít thông tin về hiệu quả của vắc-xin vi khuẩn bất hoạt Salmonella Gallinarum. Trong bài báo gần đây của Haider và cộng sự (2007), đề cập đến vắc-xin vi khẩn SG được sản xuất từ các dòng phân lập từ môi trường có khả năng chuyển đổi huyết thanh đáng kể, chứ không đề cập đến thông tin về sự bảo vệ chống lại tác nhân gây bệnh thí nghiệm. 

Trong thí nghiệm của chúng tôi, sự bảo vệ tốt nhất ở nhóm được tiêm phòng với vắc-xin sống dòng SG 9R. Việc tiêm phòng vắc-xin có type huyết thanh Salmonella gây bệnh trên vật chủ cụ thể với triệu chứng toàn thân nghiêm trọng sẽ tạo ra đáp ứng miễn dịch bảo hộ mạnh và đặc hiệu cho chính type huyết thanh đó (Smith, 1956; Barrow & Wallis, 2000). 

Phần lớn nghiên cứu (Smith, 1956; Harbourne, 1957; Gordon & Luke, 1959; Gordon và cộng sự, 1959; Lee và cộng sự, 2005) chứng minh rằng dòng vắc-xin SG9R là dòng hiệu quả trong việc phòng ngừa bệnh thương hàn gà. Tỉ lệ chết ở các gà rất mẫn cảm với dòng S. Gallinarum độc lực được giới hạn khi tiêm chủng bằng vắc-xin SG9R (Silva và cộng sự, 1981). Lee và cộng sự (2005) thấy rằng vắc-xin dòng 9R cung cấp sự bảo hộ tuyệt vời và an toàn khi tiêm phòng cho gà 4 tuần tuổi. Thêm vào đó, với nghiên cứu của chúng tôi, gà tiêm phòng dưới da dòng SG9R không thấy biểu hiện bệnh sau khi công cường độc bằng dòng độc lực cao SGNalr ở cả hai giống gà khảo sát. 

Chúng tôi cũng không tìm thấy bất kì sự khác biệt nào trong việc bảo hộ khi tiêm phòng vắc-xin SG9R giữa hai thí nghiệm thực hiện. Tuy nhiên, chương trình tiêm phòng với hai liều vắc-xin bất hoạt SE (Layermune SE + Layermune SE) lại cho hai hiệu quả khác nhau, có thể cho thấy tính mẫn cảm khác nhau đối với bệnh thương hàn gà ở hai giống gà khảo sát. Kết quả này cũng tương tự như kết quả đã được mô tả bởi Gordon và cộng sự (1959). Điều này có nghĩa trong vài thập niên gần đây, xu hướng tiến hóa gene của dòng gà thương mại không ảnh hưởng nhiều đến sự mẫn cảm với SG. Mặc dù Bumstead và cộng sự (1993) nhận xét rằng khả năng miễn dịch đối với Salmonellacủa bộ gene hiện đại ở các dòng gà thương phẩm đã thay đổi so với bộ gene lúc đầu. 

Có khá ít thông tin tập trung vào vấn đề kiểm soát bệnh thương hàn gà qua các chương trình tiêm phòng vắc-xin sống và bất hoạt phù hợp. Tuy vậy, các thí nghiệm khác nhau đã được công bố chỉ ra rằng chương trình kết hợp vắc-xin sống (dòng SG9R) và vắc-xin bất hoạt Salmonella có thể cho kết quả rất tốt chống lại SE ở đàn gà đẻ (Nassar và cộng sự, 1994; Schaller, 1996; Cookson & Maiers, 2004). Không thể so sánh trực tiếp nghiên cứu của chúng tôi với các nghiên cứu trước đây khi đề cập đến SE vì chương trình tiêm phòng và vắc-xin sử dụng giữa các nghiên cứu khá khác nhau. Tuy nhiên, trên quan điểm kết hợp sử dụng hai loại vắc-xin: đầu tiên là vắc-xin sống, sau đó vài tuần là vắc-xin bất hoạt cho kết quả rất đáng được xem xét trong việc ngăn ngừa bệnh thương hàn gà. 

Kết luận, đàn gà được tiêm phòng vắc-xin bất hoạt SE hay kết hợp với vắc-xin sống SG9R sẽ tạo ra mức độ bảo vệ khác nhau để làm giảm tỉ lệ chết do nhiễm khuẩn SG, và kết quả còn phụ thuộc vào chương trình tiêm phòng đang sử dụng. Chỉ sử dụng vắc-xin bất hoạt, sẽ làm giảm đáng kể tỉ lệ chết trên gà mái nâu nhưng không có ảnh hưởng gì đến gà mái giống hướng thịt. Và khi kết hợp vắc-xin, với mũi đầu là vắc-xin sống SG9R và mũi thứ hai sau đó vài tuần là vắc-xin bất hoạt SE là chương trình tiêm phòng hiệu quả nhất. 

Tuy nhiên, cũng cần phải nhấn mạnh rằng chương trình tiêm phòng chống lại các type huyết thanh Salmonella sẽ chỉ phát huy tác dụng cao nhất nếu trại cũng đang thực hiện chương trình an toàn sinh học rõ ràng và toàn diện trong việc kiểm soát Salmonella.

Vaccin Salmonella Gallinarum Chủng 9R

(Salmonella Gallinarum 9R strain as vaccine)

Tác giả: Edir N. Silva – Campinas, SP. – Brazil 

MỘT SỐ TÓM TẮT VỀ DÒNG SG 9R

Dòng R (viết tắt của Rough: bề mặt xù xì) của vi khuẩn Salmonella Gallinarum (SG) được đặt tên là 9R vì dòng này được phát hiện ở Anh từ môi trường nuôi cấy thứ 9 của dòng có độc lực. Dòng 9R này do Smith giới thiệu lần đầu tiên vào năm 1956, dựa vào phương pháp làm mất độc lực của vi khuẩn bằng cách tạo đột biến qua bề mặt xù xì. Một số nhà sản xuất đã chứng minh độ an toàn của vi khuẩn này trong vắc-xin, với đặc điểm không phục hồi lại độc lực, và có khả năng bảo vệ gà chống lại bệnh Thương hàn (Fowl Typhoid). Vì thế, dòng 9R được sử dụng rộng rãi trong một số nước đang bị dịch bệnh này hoành hành. Bệnh Thương hàn Gà chủ yếu xuất hiện trên gà mái nâu, nhưng cũng có thể gây bệnh trên gà mái lông trắng và gà giống. 

Một trong những lợi ích lớn nhất của việc sử dụng vắc-xin SG 9R là sự bảo hộ tốt và không gây cản trở cho các xét nghiệm phát hiện bệnh bạch lị do Salmonella pullorum. Bên cạnh việc kiểm soát bệnh Thương hàn Gà, vắc-xin SG 9R cũng được dùng trong một số nước như một công cụ phụ trợ trong việc kiểm soát Salmonella Enteritidis (SE) trong đàn gà mái thương phẩm. Miễn dịch tốt hơn, chi phí thấp hơn khi so sánh với các vắc-xin bất hoạt, không gây ra các phản ứng cục bộ, chính là ưu điểm vượt trội của vắc-xin SG 9R.

SỰ NHIỄM BỆNH VÀ CƠ CHẾ TẠO SỰ BẢO HỘ CỦA CƠ THỂ KHI ĐỐI MẶT VỚI SALMONELLA

Bệnh Thương hàn trên gà và gà tây do Salmonella enterica, serovar Gallinarum (viết tắt là S. Gallinarum) gây ra. Thể cấp tính thường xảy ra hiện tượng nhiễm trùng máu, xuất hiện ở giai đoạn phát triển của gà và trong các đàn gà lớn; mặc dù, độ tuổi không phải là yếu tố ảnh hưởng đến sự phân bố của bệnh (Berchieri, và cộng sự, 2001). Biểu hiện bệnh nặng hay nhẹ tùy thuộc nhiều vào bộ gien của đàn gà đang nuôi. Gà giống màu hướng trứng rất nhạy cảm, trong khi gà trắng giống Leghorn có khả năng đề kháng cao hơn, mặc dù vi khuẩn vẫn tồn tại trong cơ thể chúng trong một thời gian khá dài (Berchieri Jr., và cộng sự, 2000). 

Dòng đột biến R của S. Gallinarum (SG), có tên 9R, được phát hiện ở Anh từ môi trường nuôi cấy thứ 9 của dòng có độc lực (Smith, 1956), và được sử dụng để sản xuất vắc-xin rộng rãi trên thế giới. 

Khi dòng 9R xâm nhập vào cơ thể, nó chỉ gây nhiễm bệnh nhẹ, bệnh không kéo dài và kích thích cả miễn dịch dịch thể và miễn dịch tế bào với khả năng đáp ứng miễn dịch đạt mức cao trong thời gian ngắn ngay sau khi vi khuẩn bị phân giải. Sau khi tiêm phòng ba tuần, vi khuẩn sẽ bị phân giải, và đây cũng chính là thời điểm gia tăng kháng thể chống lại Salmonella, tăng nhanh số lượng tế bào T và xuất hiện ngày càng nhiều các interferon gamma. Vắc-xin này sẽ không tồn tại lâu trong hệ thống dạ dày - ruột (Silva, và cộng sự, 1981; Wigley, và cộng sự, 2005). 

Rất khó phân biệt sự đáp ứng miễn dịch chống lại SG khi gia cầm bị nhiễm ngoài tự nhiên hay do được chủng ngừa với vắc-xin sống (Jones, và cộng sự, 2001), thế nhưng, sự đáp ứng miễn dịch này đã được chứng minh có liên quan đến các protein lớp màng ngoài (Outer Membrane Proteins: OMP). 

Việc tiêm chủng dưới da với OMP tinh lọc từ dòng SG, cho kết quả bảo hộ khả quan hơn ở các gà thí nghiệm khi công cường độc bằng chủng SG ngoài môi trường (so sánh với vắc-xin 9R tiêm dưới da) như Bảng 1. Hiệu lực bảo hộ được xác định bằng sự biến mất của chủng công cường độc trong các nội quan của cơ thể gà thí nghiệm (Bouzoubaa, và cộng sự, 1989). 

Bảng 1 Thí nghiệm so sánh sự bảo hộ trước bệnh Thương hàn Gà khi chủng ngừa dưới da (Subcutaneous: SC) với protein lớp màng ngoài (OMP) của Salmonella Gallinarum và chủng 9R

SỬ DỤNG VẮC-XIN SALMONELLA GALLINARUM 9R TRONG ĐÀN GÀ Vắc-xin SG 9R

Vắc-xin SG 9R là huyễn dịch của chủng SG sống, không gây bệnh, dòng R (có bề mặt xù xì). Đây là chủng thường được sử dụng để làm vắc-xin chống lại bệnh Thương hàn Gà (Harbourne và cộng sự, 1963) và ở dạng đông khô. 

Dòng 9R không chứa đặc điểm kháng nguyên thân O (the somatic antigen) như dòng SG độc lực (có bề mặt trơn), nhưng cả hai dòng này đều cho các phản ứng sinh hóa giống nhau. Tuy nhiên, huyễn dịch của dòng 9R, cả phần nước hay môi trường thạch, khi thử nghiệm nhanh trên phiến kính với acriflavine (một chất có nguồn gốc từ acridine và được dùng làm chất khử trùng) đều bị ngưng kết. 

Bảng 2 Đặc điểm các dòng Salmonella Gallinarum

SG là serovar không di động (chúng không có lông roi để di chuyển), thuộc nhóm Salmonella serogroup D1, với kháng nguyên thân 1, 9 và 12, cùng nhóm với các chủng gây bệnh khác cho gà như S. Enteritidis (SE) andS. Pullorum (SP). Vì thế, giữa các chủng này có sự bảo hộ chéo (Bảng 3). Vắc-xin dòng SG 9R đã được sử dụng ở vài nước như một công cụ hỗ trợ để kiểm soát SE ở các đàn gà mái đẻ thương phẩm (Feberwee và cộng sự, 2001).

Bảng 3 Phân loại các chủng Salmonella gây bệnh quan trọng nhất ở gia cầm

Sử dụng vắc-xin SG 9R trong đàn Gà

Vắc-xin SG 9R phòng bệnh Thương hàn Gà nên được sử dụng trước khi đàn tiếp xúc với mầm bệnh thật sự ngoài môi trường, và nên tìm hiểu các chủng hiện đang gây bệnh Thương hàn trong khu vực. Do khả năng bảo hộ chéo nên vắc-xin này cũng được sử dụng như công cụ để kiểm soát sự nhiễm SE trong đàn gà mái đẻ và đàn gà giống. 

Tiêm phòng sẽ giúp đàn giảm các tổn thất do Thương hàn Gà gây ra, góp phần làm giảm sự nhiễm SE và sự lây truyền mầm bệnh qua trứng trong đàn bị nhiễm, tuy nhiên, triệu chứng bệnh vẫn có thể xảy ra ở các gà đã tiêm phòng (Bảng 4 và 5).

Bảng 4 Tỉ lệ bệnh và tỉ lệ chết của gà đã được chủng ngừa với 9R sau khi công cường độc bốn tuần với chủng gây bệnh S. Gallinarum

Bảng 5 Tỉ lệ chết sau khi công cường độc các gà một ngày tuổi được tiêm phòng với vắc-xin chủng 9R và vắc-xin nhũ tương dầu (oil-emulsion: OE) bằng đường tiêm dưới da

Có một số nghiên cứu cho thấy khi sử dụng vắc-xin 9R có thể làm giảm sự bài thải các serogroup không cùng nhóm như S. Typhimurium (Bảng 6).

Bảng 6 Sự bảo hộ của gà trắng giống Leghorn 10 tuần tuổi được tiêm phòng với vắc-xin 9R (10⁷ CFU/liều) và sau đó sáu tuần bị công cường độc với Salmonella Typhimurium (10⁹ CFU/con) qua đường uống

Tiêm phòng nên được xem như một phần kế hoạch loại trừ hoàn toàn bệnh Thương hàn Gà và SE.

Tiêm phòng: Liều lượng, Độ tuổi và Đường cấp

Nồng độ chuẩn của vắc-xin là quan trọng nhất. Mỗi liều nằm trong khoảng từ 10⁶ đến 10⁷ đơn vị khuẩn lạc (colony forming units – CFU) (theo OIE, 2004). 

Tiêm dưới da (SC) hay tiêm bắp (IM) đều là những đường cấp thuốc thông dụng nhất trong chủng ngừa. Khi thực hiện tiêm phòng, sử dụng hai mũi vắc-xin sẽ bảo vệ tốt hơn chỉ dùng một mũi. Vắc-xin pha với nước uống cũng được dùng trong một số trường hợp, nhưng khả năng bảo hộ sẽ thấp hơn. Xem Bảng 4 (Bouzoubaa, và cộng sự, 1989; Silva, và cộng sự, 1981). 

Tiêm phòng thường được thực hiện tại thời điểm 6 - 8 tuần tuổi và tiêm nhắc lại ở 14 - 16 tuần tuổi. Dữ liệu trong các thí nghiệm cho thấy gà con hướng thịt được tiêm phòng vào một ngày tuổi ở các trại ấp không gây trở ngại gì cho các thông số phát triển của chúng. 

Nên tái chủng và khi thực hiện phải tránh giai đoạn đẻ trứng; và vào thời điểm trước và sau khi tiêm phòng, không được sử dụng kháng sinh.

Dựa theo ảnh hưởng của sự tăng trọng lượng cơ thể, 4 tuần tuổi là thời điểm sớm nhất được thực hiện chủng ngừa với vắc-xin 9R này để bảo đảm an toàn khi sử dụng và độ hiệu lực của vắc-xin (Lee và cộng sự, 2005).

Sự lây truyền của dòng SG 9R

Dòng 9R trong vắc-xin có thể tồn tại thời gian dài hay ngắn trong cơ thể sau khi tiêm phòng là tùy thuộc vào giống và độ tuổi của gà. Ví dụ như hai thí nghiệm ở Bảng 7 và 8 khi khảo sát sự nhiễm SG và sự chủng ngừa (Berchieri, và cộng sự, 2005; Silva, và cộng sự, 1981).

Bảng 7 Sự tồn tại của dòng 9R trong cơ thể gà hướng thịt, được tiêm phòng vào thời điểm một ngày tuổi bằng đường tiêm dưới da (SC) và đường uống

Bảng 8 Sự tồn tại của dòng 9R trong cơ thể gà ở hai giống khác nhau, được tiêm phòng vào thời điểm một ngày tuổi bằng đường tiêm dưới da (SC)

Chủng 9R có thể lây truyền qua trứng trong một vài trường hợp nếu việc tiêm phòng được thực hiện trong giai đoan gà đang đẻ trứng, nhưng hiện tượng này rất khó xảy ra. Chủng 9R chỉ phát hiện trong một vài trường hợp sau một tuần chủng ngừa, ở mức tỉ lệ nhiễm 1% với độ tin cậy 95% (Feberwee, và cộng sự, 2001). Trong một nghiên cứu  khác, chủng vắc-xin không thể tìm thấy trong bất kì 450 mẫu gộp thu thập (10 mẫu trứng được trộn vào một mẫu), chứng tỏ rằng việc phân tán mầm bệnh qua trứng rất hiếm khi xảy ra (Feberwee, và cộng sự, 2001a). Ngay cả thử nghiệm gây nhiễm bệnh Thương Hàn trên đàn gà thí nghiệm, sự lây truyền qua trứng cũng hiếm khi xảy ra (Berchieri, và cộng sự, 2005). 

Lây truyền ngang của dòng SG 9R cũng không xuất hiện. Trong các thí nghiệm nghiên cứu ở bốn trại nuôi thương phẩm khác nhau và ở một trại gà hướng trứng, khả năng lây truyền của chủng vắc-xin từ các đàn chủng ngừa sang các đàn chưa chủng ngừa không xảy ra ở cả giai đoạn sau mũi tiêm thứ nhất hay tái chủng. Các đàn chủng ngừa và không chủng ngừa được theo dõi và lấy mẫu thường xuyên để kiểm tra vi sinh và huyết thanh học. Không xảy ra hiện tượng lây nhiễm qua phân của chủng vắc-xin (Feberwee, và cộng sự, 2001). Theo thí nghiệm, gà hướng thịt có thể bài thải dòng 9R qua phân trong vòng năm tuần sau khi chủng ngừa khi tiến hành tiêm phòng vào một ngày tuổi; sự bài thải này sẽ giảm xuống còn trong vòng 24 giờ sau khi tiêm phòng khi gà được chủng ngừa vào thời điểm 8 tuần tuổi, nhưng đối với giống gà trắng Leghorns sẽ không phát hiện chủng 9R khi tiêm phòng vào lúc 10 tuần tuổi, và đối với gà hướng thịt phải thực hiện chủng ngừa vào lúc một năm tuổi bằng đường tiêm dưới da (Silva, và cộng sự, 1981).

Tiêm phòng với SG 9R ở gà hướng trứng

Một số phương pháp đơn giản có thể thực hiện ở đàn gà bị nhiễm bệnh Thương hàn nhằm hạn chế căn bệnh. Ví dụ như, loại thải nhanh chóng những con gà chết khỏi trại để tránh lây nhiễm và làm giảm tỉ lệ bị nhiễm bệnh trong đàn (Oliveira, và cộng sự, 2005). 

Bên cạnh việc kiểm soát bệnh Thương hàn, vắc-xin SG 9R cũng thường được sử dụng như công cụ hỗ trợ trong việc kiểm soát và làm giảm sự nhiễm bệnh SE trong đàn gá mái thương phẩm, nhưng không có nghĩa đây là công cụ thay thế hoàn toàn trong việc bảo vệ đàn gà chống lại sự lây nhiễm ngoài tự nhiên (Feberwee, và cộng sự, 2001). 

Trong một thí nghiệm ở Hà Lan, 80 đàn gà mái thương phẩm trong một vùng có nguy cơ nhiễm SE cao đã được chủng ngừa với vắc-xin SG 9R. Thí nghiệm thực hiện bằng cách đánh giá sự xuất hiện của SE gây bệnh trong nhóm được tiêm phòng so với nhóm không được tiêm phòng gồm 1.854 đàn có độ tuổi tương tự nhau. Sự nhiễm bệnh SE trong nhóm được chủng ngừa là 2/80 (2,5%) với độ tin cậy 99% (P =0,01), thấp hơn nhóm không được chủng ngừa (214/1.854 = 11,5%). Bảng 9 (Feberwee, và cộng sự, 2001a). 

Bảng 9 Thí nghiệm đánh giá sự xuất hiện của SE gây bệnh trong đàn gà mái thương phẩm

Phản ứng huyết thanh học đối với sự chủng ngừa vắc-xin SG 9R

Mặc dù 9R là chủng có bề mặt xù xì, không di động và không có kháng nguyên thân “O”, nhưng nó vẫn kích thích sản sinh kháng thể (Ab) tạm thời với thời gian đáp ứng phụ thuộc vào phương pháp xét nghiệm sử dụng. Không có mối quan hệ trực tiếp giữa mức Ab hiện diện và sự bảo hộ của cơ thể, mặc dù Ab đặc hiệu có thể có một số ảnh hưởng nào đó (Bouzoubaa, và cộng sự, 1989; Silva, và cộng sự, 1981). Các thử nghiệm phản ứng huyết thanh học có thể phát hiện kháng nguyên (Ag) tấn công OMP (các protein ở lớp màng ngoài) nhưng không tìm thấy kháng nguyên thân, trong khi tất cả gà được tiêm phòng với chủng 9R hay với OMP đều tìm thấy kháng thể qua thử nghiệm phản ứng vi ngưng kết (microagglutination: MAG), và trong một số nhóm được tiêm chủng có thể thấy 100% gà tiêm phòng có kháng thể khi thử nghiệm phản ứng ngưng kết huyết thanh (Bouzoubaa, và cộng sự, 1989). 

Phản ứng MAG có độ nhạy cảm cao hơn phản ứng pullorum (để phát hiện Salmonella Pullorum) trong việc phát hiện kháng thể. Do đó, phản ứng MAG có thể dùng để phát hiện kháng thể ở giai đoạn sớm, khoảng hai tuần sau khi chủng ngừa (post-vaccination: PV), với 100% gà tìm thấy kháng thể vào thời điểm 7 tuần tuổi sau khi chửng ngừa mũi đầu tiên bằng đường tiêm dưới da (SC). Một số nơi thực hiện phản ứng pullorum có thể phát hiện được kháng thể trong khoảng 2 đến 7 tuần sau khi chủng ngừa. Các kết quả phản ứng huyết thanh này đưa ra vài gợi ý về thời điểm ít nhất bảy tuần nên được thực hiện giữa việc tiêm phòng với 9R và kiểm nghiệm phản ứng bệnh bạch lị (Silva, và cộng sự, 1981). 

Ngoài ra, các đàn đã tiêm phòng với SG 9R có thể thực hiện các phản ứng phân biệt với các đàn bị nhiễm SG, SP, SE hay S. Typhimurium (ST) như được trình bày ở bảng 10.

Có một số trại nuôi gà thương phẩm thực hiện phản ứng Elisa để phát hiện kháng thể chống lại Salmonella. Bộ kít thử nghiệm gián tiếp LBS-BD-Elisa (ID-Lelystad, công ty Lelystad, Hà Lan) phát hiện kháng thể chốngSalmonella thuộc nhóm kháng nguyên B và D (có kháng nguyên thân 1, 4, 5, 9 và 12). Các bộ kít thử nghiệm chuyên biệt khác có sẵn gm và i-DAS-Elisa có tính chuyên biệt và độ nhạy cao hơn để phát hiện kháng thể chống lại gm và kháng nguyên lông I của SE và ST. 

Đàn gà mái được tiêm phòng với SG 9R cho kết quả 0% dương tính với thử nghiệm pullorum (phản ứng ngưng kết nhanh trên phiến kính để phát hiện kháng thể chống lại SP/SG). Khi sử dụng thí nghiệm LPS-BD-Elisa, đàn gà này cho phản ứng dương tính là 59.0%. Và công cụ chuyên biệt của hai thành phần bắt giữ trong thử nghiệm ELISA (gm- và đôi kháng thể i- của ELISA) trong cùng loại huyết tương tương ứng là 99.6% và 96.1% (Feberwee, và cộng sự, 2001a). 

Bảng 10 Phản ứng huyết thanh học của gà được chủng ngừa với SG 9R và gà bị nhiễm bệnh với chủng Salmonellathường gây bệnh nhiều nhất ở gia cầm

Làm thế nào để biết được khả năng bảo hộ của vắc-xin trong cơ thể gà?

Không có phương pháp nào có thể ước lượng chính xác khả năng bảo hộ do vắc-xin đem lại khi thực hiện tiêm phòng trong trại. Tuy nhiên, kinh nghiệm được đưa ra là vắc-xin có thể cung cấp một số thuận lợi trong trường hợp các trại không thể kiểm soát chỉ bằng phương pháp vệ sinh và quản lý trại. 

Trong phòng thí nghiệm, đánh giá khả năng bảo hộ dựa vào tỉ lệ chết và tái phân lập dòng công cường độc (tốc độ biến mất). Sự tiêm phòng ở gà mái tơ ở thời điểm 2, 4 và 6 tuần tuổi sẽ cung cấp khả năng bảo hộ chống lại dòng SG gây bệnh, quan sát được ở ngày thứ 21 sau khi tiêm mũi đầu tiên, và khi xem xét tỉ lệ chết, sẽ cho kết quả từ 0% đến 5% trong nhóm được tiêm phòng, trong khi trong nhóm đối chứng, không được tiêm phòng là 95% đến 100%. Thêm vào đó, trong nhóm đối chứng sẽ thấy 95% đến 100% trường hợp phân lập được dòng công cường độc trong các mẫu lấy ở nội quan bên trong và manh tràng, trong khi nhóm được tiêm phòng thì tỉ lệ này là 1% đến 60% trong các mẫu quan sát được. Bảng 11 (Lee, và cộng sự, 2005). 

Bảng 11 Thử nghiệm trong phòng thí nghiệm để đánh giá sự bảo hộ của vắc-xin 9R vào thời điểm 2, 4 và 6 tuần tuổi trong đàn gà đẻ được tiêm phòng với liều đầu tiên

 

An toàn và phản ứng sau khi tiêm của dòng SG-9R

Dòng 9R không phải là dòng gây bệnh cho người, và không có mối nguy hiểm đặc biệt có liên quan đến cách chế tạo hay sử dụng vắc-xin. 

Dòng SG 9R đã được chứng minh sự an toàn cho gà mà không thấy hiện tượng hồi phục độc lực gây bệnh và không phân tán trong đàn không phải là chủ thể đích, mặc dù dòng đột biến có thể đề kháng với khánh sinh và trong vài trường hợp có thể tạo điều kiện xuất hiện truyền nhiễm hệ thống trong cơ thể (Silva và cộng sự, 1981). 

Bệnh tích nhẹ có thể nhìn thấy ở gan và lá lách của gà con giống nâu hướng trứng và gà con hướng thịt được tiêm phòng vào một ngày tuổi, nhưng không thấy ở giống gà trắng leghorn được tiêm phòng với điều kiện như nhau (Silva và cộng sự, 1981). 

Vì vắc-xin gây ra sự truyền nhiễm hệ thống trong thời gian ngắn với sự nhân lên ở gan và lá lách trong suốt tuần đầu tiên sau khi tiêm phòng, một vài giai đoạn phát triển có thể giảm xuống một chút, nhưng không gây chết, mặc dù đây không phải là yếu tố quan sát chính (Silva và cộng sự, 1981). 

Tiêm phòng ở gà hướng trứng 2 tuần tuổi với một hay 10 mũi có thể gây ra sự sụt giảm nhỏ trong trọng lượng tăng trưởng cơ thể vào 5 tuần đầu, nhưng hiện nay, gà được tiêm phòng dù với một hay 10 mũi vào 4 và 6 tuần tuổi sẽ không thấy hiện tượng này - Bảng 12 (Lee, và cộng sự, 2005), hay trên giống gà trắng leghorn (Silva và cộng sự, 1981).

Bảng 12 Ảnh hưởng của một hay 10 mũi tiêm vắc-xin 9R trên trọng lượng tăng trưởng cơ thể của gà hướng trứng

TÀI LIỆU THAM KHẢO

Berchieri Jr., A., Oliveira, GH., Pinheiro, LAS., & Barrow, P. 2000. Experimental Salmonella gallinarum infection in light laying hen lines. Braz. J. Microbiol. 31:50-52.

Bouzoubaa, K., Nagaraja, KV., Kabbaj, FZ., Newman, JA., Pomeroy, BS. 1989. Feasibility of using proteins fromSalmonella gallinarum vs. 9R live vaccine for the prevention of fowl typhoid in chickens. Avian Dis. 33:385-391.

Feberwee, A., de Vries, TS., Hartman, EG., de Wi,t JJ., Elbers, AR., de Jong, WA. 2001a. Vaccination againstSalmonella enteritidis in Dutch commercial layer flocks with a vaccine based on a live Salmonella gallinarum 9R strain: evaluation of efficacy, safety, and performance of serologic Salmonella tests. Avian Dis., 45:83-91.

Feberwee, A., Hartman, EG., de Wit, JJ., de Vries, TS. 2001. The spread of Salmonella gallinarum 9R vaccine strain under field conditions. Avian Dis., 45:1024-1029.

Harbourne, JF., Williams, BM., Parker, WH. & Fincham, IH., 1963. The prevention of fowl typhoid in the field using a freeze-dried 9R vaccine. Vet. Rec., 75:858-861.

Jones, MA., Wigley, P., Page, KL., Hulme, SD., Barrow, PA. 2001. Salmonella enterica Serovar Gallinarum requires th Salmonella pathogenicity island 2 type III secretion system but not the Salmonella pathogenicity island 1 type III secretion system for virulence in chickens. Infect. and Immun., 69:5471-5476.

Lee, YJ., Mo, IP., & Kang, MS. 2005. Safety and efficacy of Salmonella gallinarum 9R vaccine in young laying chickens. Avian Pathol 34:362-366.

OIE. 2004. Fowl typhoid and pullorum disease. OIE terrestrial Manual. Chap. 2.7.5. p.868-877.

Oliveira, GH., Berchieri Jr., A., Fernandes, AC. 2005. Experimental infection of laying hens with Salmonella enterica serovar Gallinarum.Braz. J. Microbiol. 36:51-56.

Ryll, M., & Hinz, KH. 1995. [Differentiation of Salmonella gallinarum rough and smooth strains using gas chromatography analysis of their cell-bound fatty acids] [Article in German]. Berl Munch Tierarztl Wochenschr. 108:347-349.

Silva, EN., Snoeyenbos, GH., Weinack, OM., Smyser CF. 1981. Studies on the use of 9R strain ofSalmonella gallinarum as a vaccine in chickens. Avian Dis. 25:38-52.

Smith, HW. 1956. The use of live vaccine in experimental Salmonella gallinarum infection in chickens with observations on their interference effect. J. Hyg. 54:419-432.

Wigley, P., Hulme, S., Powers, C., Beal, R., Smith, A., Barrow, P. 2005. Oral infection with the Salmonella enterica serovar Gallinarum 9R attenuated live vaccine as a model to characterize immunity to fowl typhoid in the chicken. Vet. Res., 2:1-9.